ب
الف
شکل ۱۰-۴ روند باز کردن تدریجی پوشش پلاستیک (الف- پس از گذشت ۲ هفته، ب- پس از گذشت ۳ هفته)
۳-۸-۴ اثر بستر کشت سازگاری بر طول ریشه
بررسی اثر بستر کشت سازگاری بر طول ریشه نشان داد که بیشترین طول ریشه (۵۰/۲ سانتیمتر) در تیمار کوکوپیت + پرلیت مشاهده شد که با طول ریشه در تیمار کوکوپیت تفاوت معنی داری نشان نداد ولی با تیمار پرلایت تفاوت معنی داری در سطح ۵ درصد آزمون دانکن داشت (نمودار۴۳-۴).
نمودار ۴۳-۴ اثر بستر کشت سازگاری بر طول ریشه

شکل ۱۱-۴ انتقال گیاهک ها به گلدان و نگهداری در شرایط آب و هوایی گلخانه
فصل پنجم
بحث، نتیجه گیری و پیشنهادات
فصل پنجم
بحث، نتیجه گیری و پیشنهادات
۱-۵ بررسی گندزدایی بذرهای کشت شده در شرایط درون شیشه ای
یکی از روش های تهیه ریزنمونه استریل در کشت بافت، روش کشت بذر و تهیه دانهال در شرایط درون شیشه ای است که می توان از این دانهال، ریزنمونه استریل و عاری از هر گونه عامل بیماری زا تهیه کرد (دانشور، ۱۳۹۰). گام اول بدست آوردن بهترین تیمار گندزدایی بذر قبل از کشت در محیط کشت در شرایط درون شیشه ای است که این تیمار برای گیاهان مختلف و حتی گونه های مختلف یک جنس می تواند متفاوت باشد. با توجه به نتایج و نمودار ۱-۴ مطلوب ترین تیمار برای گندزدایی بذور نخود شیرین تیمار دوازدهم (الکل اتیلیک ۷۰ درصد ۴۵ ثانیه + هیپوکلریت سدیم ۱۰ درصد ۱۲ دقیقه) بود که دارای کمترین درصد آلودگی بود. از ترکیبات مختلفی مانند هیپوکلریت سدیم، هیپوکلریت کلسیم، الکل اتیلیک، پراکسید هیدرژن، کلرید جیوه، آنتی بیوتیک ها، قارچ کش ها و ترکیبات دیگر جهت ضدعفونی استفاده می شوند. همچنین از ترکیباتی مثل توئین^[۲۰۵] ۲۰ و توئین ۸۰ به عنوان مواد خیس کننده و تماس بیشتر ترکیبات ضدعفونی کننده با سطح ریزنمونه، قبل از گندزدایی سطحی استفاده می شود (جحا و گش^[۲۰۶]، ۲۰۰۵). معمولا برای ضدعفونی سطحی ریزنمونه ها از الکل اتیلیک ۷۰ درصد و هیپوکلریت سدیم استفاده می شود (شریفی و همکاران، ۱۳۸۹). کاربرد الکل و هیپوکلریت سدیم به منظور گندزدایی ریزنمونه توسط دانشور، ۱۹۹۲؛ هن وگ و همکاران^[۲۰۷]، ۱۹۹۶؛ آیکان و همکاران^[۲۰۸]، ۲۰۱۴ و اوچات و همکاران، ۲۰۱۰ گزارش شده است. چنگ و همکاران^[۲۰۹] (۲۰۰۰) نیز نشان دادند که هیپوکلریت سدیم در کنترل میکروارگانیسم ها تاثیر بسزایی دارد. نتایج پژوهش حاضر با نتایج بدست آمده توسط اوچات و همکاران (۲۰۱۰) روی نخود شیرین مشابه بود. آنها با قرار دادن بذور در اتانول ۷۰ درصد به مدت ۳۰ تا ۴۵ ثانیه و سپس قرار دادن به مدت ۱۵ دقیقه در هیپوکلریت کلسیم (۷۰ گرم در لیتر) و سپس ۳ تا ۴ بار شست و شو با آب مقطر دیونیزه شده گندزدایی را انجام دادند. برای ضدعفونی سطحی مواد گیاهی معمولا از الکل اتیلیک ۷۰ درصد استفاده می شود، زیرا الکل اتیلیک ۹۶ درصد باعث دهیدراته زیاد بافت گیاهی می شود. چون الکل اتیلیک فقط موجودات میکروبی سطحی را از بین می برد، بعد از آن بایستی از یک ماده ضدعفونی کننده دیگر مثل هیپوکلریت سدیم که دارای ۲۵/۵ درصد کلر فعال است استفاده شود (اثنی عشری و زکائی خسروشاهی، ۱۳۸۸). در بررسی حاضر پس از ضدعفونی سطحی، مواد ضدعفونی کننده با سه بار شست و شو با آب مقطر استریل حذف شدند. شست و شو به این دلیل انجام می شود که مواد ضدعفونی کننده اگر روی سطح ریزنمونه باقی بمانند نه تنها برای بافت گیاهی سمی هستند بلکه می توانند اجزای ضروری محیط کشت از جمله تیامین را نیز تحت تاثیر قرار دهند و از بین ببرند (اثنی عشری و زکائی خسروشاهی، ۱۳۸۸). ییلدیز و همکاران^[۲۱۰] (۲۰۱۲) گزارش دادند که هیپوکلریت سدیم به دلیل خاصیت بالای اکسیداسیونی که دارد از بهترین ترکیبات جهت از بین بردن قارچ ها، باکتری ها و ویروس های سطحی در ریزنمونه کشت بافت است.

( اینجا فقط تکه ای از متن فایل پایان نامه درج شده است. برای خرید متن کامل پایان نامه با فرمت ورد می توانید به سایت feko.ir مراجعه نمایید و کلمه کلیدی مورد نظرتان را جستجو نمایید. )

۲-۵ جوانه زنی بذر کشت شده نخود شیرین در محیط کشت
نتایج نشان داد که بهترین تیمار جهت جوانه زنی بذر نخود شیرین در شرایط درون شیشه ای، تیمار محیط کشت MS یک پنجم قدرت در ۱۶ ساعت نور و ۸ ساعت تاریکی بود (نمودار ۴-۴). بر اساس این نتایج با کاهش غلظت محیط کشت MS مشاهده شد که درصد جوانه زنی افزایش یافت. معمولا مواد تنظیم کننده رشد برای جوانه زنی بذر لازم نیست و افزودن آنها به محیط کشت باعث اثرات نامطلوب می شود (تشکیل کالوس، تشکیل ریشه های نابجا و غیره). کلکوا و گوبیسوا^[۲۱۱] (۲۰۰۳) گزارش دادند که با بهره گرفتن از محیط کشت پایه MS در شرایط درون شیشه ای درصد جوانه زنی بذور گونه Lathyrus pratensis را افزایش دادند. اوچات و همکاران (۲۰۱۰) به منظور جوانه زنی و رشد جنین جدا شده از بذر نخود شیرین در شرایط کشت بافت، از ۱۶ ساعت نور و ۸ ساعت تاریکی استفاده کردند که با نتایج این پژوهش مطابقت دارد.
۳-۵ پرآوری شاخساره
نتایج بررسی این پژوهش نشان داد که بیشترین تعداد شاخساره از ریزنمونه جوانه جانبی در محیط کشت MS حاوی ۲۵/۰ میلی گرم در لیتر TDZ مشاهده شد (نمودار ۷-۴). بیشترین طول شاخساره از ریزنمونه جوانه انتهایی در محیط کشت MS همراه با ۱ میلی گرم در لیتر TDZ ایجاد شد (نمودار ۱۰-۴). همان طور که نتایج بالا نشان می دهد ریزنمونه جوانه جانبی در شاخص تعداد شاخساره نسبت به جوانه انتهایی، تعداد بیشتری را نشان داد و در آزمایش پرآوری نخود شیرین موثرتر بود. اوچات و همکاران (۲۰۱۰) گزارش دادند که به دلیل وجود غالبیت انتهایی قوی در جوانه انتهایی، بهتر است به منظور پرآوری از جوانه های جانبی نخود شیرین استفاده شود. همچنین در غلظت های کمتر سیتوکینین تعداد بیشتری شاخساره تولید گردید. BAP از جمله سیتوکینین هایی است که تحریک و تولید شاخه را در طیف وسیعی از گونه ها انجام می دهد (گاسپار و همکاران^[۲۱۲]، ۱۹۹۶). ساگلام (۲۰۱۲) با بهره گرفتن از گره کوتیلدونی در محیط کشت MS حاوی BAP به تنهایی یا همراه با NAA ، تولید شاخه را در Lathyrus ochrus بررسی کرد. وی گزارش داد که بیشترین تعداد شاخه در محیط کشت حاوی ۳/۰ میلی گرم در لیتر BA + 2/0 میلی گرم در لیتر NAA بدست آمد. دمیربگ و همکاران (۲۰۰۸) پرآوری شاخساره های جانبی از جنین نابالغ گیاه Lathyrus cicero را بررسی کردند و گزارش دادند که بیشترین تعداد شاخساره (۲۵/۱۶) در محیط کشت MS حاوی ۴۵/۰ میلی گرم در لیتر TDZ^[213] + ۴/۰ میلی گرم در لیتر اسید آسکوربیک پس از گذشت ۸ هفته بدست آمد. آنها همچنین گزارش دادند که بلندترین شاخساره (۲۶/۸ سانتیمتر) در محیط کشت MS حاوی ۴ میلی گرم در لیتر BAP + 5/0 میلی گرم در لیتر NAA مشاهده شد. در این پژوهش TDZ در غلظت های ۲۵/۰ و ۵/۰ میلی گرم در لیتر در پرآوری شاخساره بسیار موثرتر از غلظت های مختلف BAP بود. اثر سیتوکینینی TDZ برای اولین بار در آزمایش کشت کالوس گیاه Phaseolus lunatus cv. Kingston گزارش شد (مک و همکاران^[۲۱۴]، ۱۹۸۲). پس از این کشف، گزارشات متعددی از اثرات TDZ بر تولید شاخساره و پرآوری شاخه ارائه شده است (بریگز و همکاران^[۲۱۵]، ۱۹۸۸، هوتمن و پریس^[۲۱۶]، ۱۹۹۳، کرنز و میر^[۲۱۷]، ۱۹۸۶ و شن و همکاران^[۲۱۸]، ۲۰۰۷ و ۲۰۰۸). گزارش شده است که TDZ در غلظت های کم (کمتر از ۱ میکرو مولار) موجب تشکیل شاخه و پرآوری شده است ولی در غلظت های بالا موجب تشکیل کالوس و یا جنین های سوماتیکی شده است (لو^[۲۱۹]، ۱۹۹۳ و میتیلا و همکاران^[۲۲۰]، ۲۰۰۳). در این آزمایش نیز با افزایش غلظت TDZ تعداد شاخساره کاهش یافت ولی با افزایش غلظت BAP تعداد شاخساره افزایش یافت. در غلظت هایی که تعداد شاخساره افزایش یافته بود، این افزایش شاخه زایی با کوتاه شدن طول شاخساره همراه بود که ممکن است به دلیل رقابت بین شاخساره های تولید شده در جذب مواد غذایی از محیط کشت باشد (علی و همکاران، ۲۰۰۳). بارپت و همکاران در سال (۲۰۱۴) گزارش دادند که پرآوری Lathyrus sativus از گره جنینی در محیط کشت MS حاوی TDZ به تنهایی یا همراه با IBA نسبت به ۲ip به تنهایی یا همراه با IBA اثر بیشتری داشت. توماس و کاترمن^[۲۲۱] (۱۹۸۶)